Spadek produkcji jaj lub masy ciała w stadach hodowlanych często wynika z obecności pasożytów zewnętrznych. Wszy i roztocza kurczaków są najczęstszymi sprawcami, jednak często się je myli. Rozróżnienie ma znaczenie: każdy pasożyt występuje w innym środowisku i wymaga innego podejścia do leczenia.
Czym są wszy drobiowe?
Wszy drobiowe (podrząd Mallophaga) przechodzą cały swój cykl życiowy na żywicielu. Najważniejszym gatunkiem z punktu widzenia hodowli jest Menacanthus stramineus, czyli wesz drobiowa: ma barwę bladożółtą, długość od 3 do 3,5 mm i żywi się piórami, resztkami skóry, a sporadycznie krwią z piór w fazie wzrostu (Mlondo i in., 2025; Murillo i in., 2024). Najbardziej widocznym wskaźnikiem w terenie są białe skupiska jaj przyklejone do trzonów piór w okolicy odbytu i piersi. Wszy przeżywają poza żywicielem tylko około tygodnia.
Czym są roztocza drobiowe?
Roztocza drobiowe to pajęczaki, a nie owady. Dwa gatunki o największym znaczeniu gospodarczym to Dermanyssus gallinae (czerwone roztocze drobiowe) oraz Ornithonyssus sylviarum (północne roztocze drobiowe). D. gallinae w ciągu dnia ukrywa się w szczelinach budynków i budkach lęgowych, a żeruje w nocy; jego obecność potwierdzono w ponad 83% europejskich gospodarstw hodujących kury nioski, a jest on nosicielem Salmonelli i Mycoplasma gallisepticum (Sparagano i in., 2014; Schiavone i in., 2022). O. sylviarum żyje na stałe na żywicielu i jest najbardziej szkodliwym pasożytem zewnętrznym w komercyjnym hodowli drobiu w USA, brudząc pióra w okolicy odbytowej odchodami i zaschniętą krwią (Murillo i Mullens, 2020).
Wszy lub roztocza u kurczaków: jak je odróżnić
Najbardziej wiarygodnymi kryteriami rozpoznania są pora dnia i miejsce występowania. Wszy są widoczne w świetle dziennym w okolicy odbytu, na piersi i udach: są to blade, szybko poruszające się owady z białymi skupiskami gnid na trzonkach piór (Cobb-Vantress, b.d.). Czerwone roztocza są aktywne w nocy, ale można je zidentyfikować w dowolnym momencie poprzez kontrolę środowiska; silnymi wskaźnikami są popiołopodobne pozostałości w szczelinach i budkach lęgowych lub plamki krwi na skorupkach jaj. Roztocza z gatunku Roztocz północny pozostają na ptaku przez cały dzień, skupiając się w okolicy odbytowej, w przeciwieństwie do D. gallinae, które w ciągu dnia schodzą z żywiciela (Di Palma i in., 2012; Murillo i Mullens, 2020).
Dlaczego identyfikacja ma znaczenie dla wydajności stada
Zarażenie roztoczami powoduje anemię i spadek nieśności w stadach niosek (Sparagano i in., 2014). Zarażone kury wykazują również nasilone zachowania związane z czyszczeniem upierzenia, a wraz z postępem zarażenia pojawiają się u nich zmiany skórne (Murillo i in., 2020). Zarażenie wszy zwiększa częstotliwość czyszczenia piór nawet przy niskim poziomie zarażenia, a zmiany skórne pojawiają się przy umiarkowanym poziomie zarażenia (Murillo i in., 2024). W przypadku niosek i stada rodzicielskiego zarażenie narasta przez tygodnie, zanim wpływ na produkcję stanie się mierzalny, co sprawia, że wczesne fizyczne wykrycie podczas obsługi jest najbardziej wiarygodnym pierwszym sygnałem ostrzegawczym.
Ocena masy ciała poszczególnych ptaków wymaga bezpośredniego kontaktu fizycznego z każdym z nich. W stadach niosek, w których występuje D. gallinae, roztocza natychmiast pełzają na dłonie osoby obsługującej ptaki podczas pracy, co często stanowi pierwszy sygnał zarażenia na długo przed tym, zanim jakiekolwiek zmiany w tendencjach wagowych staną się widoczne.
Ciągłe monitorowanie masy ciała na żywo pozwala śledzić trendy produkcyjne w całym cyklu stada, zapewniając punkt odniesienia dla wydajności niezbędny do oceny, czy leczenie było skuteczne i czy masa ciała powróciła do oczekiwanych poziomów.
Dane dotyczące masy ciała w Chmurze BAT umożliwiają porównania z wartościami bazowymi, pomagając powiązać anomalie produkcyjne z przypadkami zarażenia.
Jak leczyć wszy i roztocza u kur
Leczenie wszy i roztoczy u kurczaków musi być dostosowane do miejsca występowania pasożytów. Wszy żyją wyłącznie na ciele ptaka, dlatego zatwierdzone środki, takie jak permetryna, karbaryl lub spinosad, stosuje się bezpośrednio, a po 10–14 dniach przeprowadza się kolejną kurację, aby przerwać cykl rozrodczy jaj (Cobb-Vantress, b.d.; Mlondo i in., 2025). Czerwony roztocz wymaga również zabiegów środowiskowych, ponieważ D. gallinae żyje w szczelinach budynków i budkach lęgowych pomiędzy karmieniami i nie można go zwalczyć wyłącznie poprzez leczenie ptaków.
W przypadku D. gallinae ziemia okrzemkowa (DE) należy do najskuteczniejszych dostępnych środków zapobiegawczych o działaniu niechemicznym. Stosowana w przerwach między hodowlami ptaków na sprzęcie, grzędach, budkach lęgowych i w szczelinach, w których gromadzą się roztocza, ziemia okrzemkowa zabija je poprzez fizyczne ścieranie i wysuszanie powłoki ciała – jest to mechaniczny mechanizm działania, który uniemożliwia rozwój odporności. Badania laboratoryjne wykazują 100% śmiertelność dorosłych roztoczy w ciągu 48 godzin od ekspozycji, a zastosowanie w terenie w połączeniu z czyszczeniem mechanicznym pozwoliło osiągnąć redukcję populacji roztoczy przekraczającą 94% (Kilpinen & Steenberg, 2009; Alves i in., 2020). Skuteczność zmniejsza się przy wilgotności względnej powyżej około 85%, dlatego najpewniejszym momentem na stosowanie preparatu jest okres przestoju (Decru i in., 2020). Ponieważ wszy żyją wyłącznie na ptakach i nie zasiedlają elementów infrastruktury budynku, zastosowanie DE na wyposażeniu pomieszczeń hodowlanych nie wpływa na populacje wszy.
Obsługa ptaków podczas zabiegów przy użyciu ręcznej wagi do drobiu BAT1 pozwala uzyskać dane dotyczące masy ciała oraz zapewnia bezpośredni kontakt fizyczny z każdym ptakiem. Jeśli D. gallinae pozostaje aktywny, roztocza nadal będą pełzać po dłoniach osoby obsługującej, dając natychmiastowe potwierdzenie dotykowe, że inwazja nie została jeszcze wyeliminowana.
Waga automatyczna BAT2 Connect uzupełnia tę praktyczną ocenę, śledząc, czy waga stada wraca do oczekiwanych poziomów, zapewniając ciągłość produkcji, której nie są w stanie zapewnić same okresowe sesje ręczne.
Źródła
1.) Alves, L.F.A., de Oliveira, D.G.P., Pares, R.B., Sparagano, O.A. and Godinho, R.P. (2020). Association of mechanical cleaning and a liquid preparation of diatomaceous earth in the management of poultry red mite, Dermanyssus gallinae (Mesostigmata: Dermanyssidae). Experimental and Applied Acarology, 81, 215-222. https://doi.org/10.1007/s10493-020-00497-z
2.) Cobb-Vantress (n.d.). Cobb Breeder Management Guide. Siloam Springs, AR: Cobb-Vantress. https://www.cobb-vantress.com/docs/default-source/guides/breeder-management-guide.pdf
3.) Decru, E., Mul, M., Nisbet, A.J., Vargas Navarro, A.H., Chiron, G., Walton, J., Norton, T., Roy, L. and Sleeckx, N. (2020). Possibilities for IPM strategies in European laying hen farms for improved control of the poultry red mite (Dermanyssus gallinae): details and state of affairs. Frontiers in Veterinary Science, 7, 565866. https://doi.org/10.3389/fvets.2020.565866
4.) Di Palma, A., Giangaspero, A., Cafiero, M.A. and Germinara, G.S. (2012). A gallery of the key characters to ease identification of Dermanyssus gallinae (Acari: Gamasida: Dermanyssidae) and allow differentiation from Ornithonyssus sylviarum (Acari: Gamasida: Macronyssidae). Parasites & Vectors, 5, 104. https://doi.org/10.1186/1756-3305-5-104
5.) Kilpinen, O. and Steenberg, T. (2009). Inert dusts and their effects on the poultry red mite (Dermanyssus gallinae). Experimental and Applied Acarology, 48, 51-62. https://doi.org/10.1007/s10493-008-9232-0
6.) Mlondo, S., Tembe, D., Malatji, M.P. and Mukaratirwa, S. (2025). Epidemiology of chewing lice (Phthiraptera: Mallophaga) fauna of poultry in sub-Saharan Africa. Pathogens, 14(12), 1192. https://doi.org/10.3390/pathogens14121192
7.) Murillo, A.C., Abdoli, A., Blatchford, R.A., Keogh, E.J. and Gerry, A.C. (2020). Parasitic mites alter chicken behaviour and negatively impact animal welfare. Scientific Reports, 10, 8236. https://doi.org/10.1038/s41598-020-65021-0
8.) Murillo, A.C., Abdoli, A., Blatchford, R.A., Keogh, E.J. and Gerry, A.C. (2024). Low levels of chicken body louse (Menacanthus stramineus) infestations affect chicken welfare in a cage-free housing system. Parasites & Vectors, 17, 221. https://doi.org/10.1186/s13071-024-06313-6
9.) Murillo, A.C. and Mullens, B.A. (2020). Collecting and monitoring for northern fowl mite (Acari: Macronyssidae) and poultry red mite (Acari: Dermanyssidae) in poultry systems. Journal of Insect Science, 20(6), 12. https://doi.org/10.1093/jisesa/ieaa032
10.) Schiavone, A., Pugliese, N., Otranto, D., Samarelli, R., Circella, E., De Virgilio, C. and Camarda, A. (2022). Dermanyssus gallinae: the long journey of the poultry red mite to become a vector. Parasites & Vectors, 15, 29. https://doi.org/10.1186/s13071-021-05142-1
11.) Sparagano, O.A.E., George, D.R., Harrington, D.W.J. and Giangaspero, A. (2014). Significance and control of the poultry red mite, Dermanyssus gallinae. Annual Review of Entomology, 59, 447-466. https://doi.org/10.1146/annurev-ento-011613-162101